在细胞生物学研究中，PI（Propidium Iodide，碘化丙啶）是一种常用的荧光染料，主要用于检测细胞的死亡状态或进行细胞周期分析。PI能够与DNA结合，因其带正电荷，可以穿过细胞膜进入死细胞或凋亡细胞的核内，但无法穿透活细胞完整的细胞膜。因此，通过流式细胞仪或其他荧光显微镜技术检测PI的荧光信号，可以区分活细胞和死细胞。

以下是PI染色的操作步骤：

1. 准备样本：

- 收集细胞样品，确保细胞浓度适中。通常建议细胞密度在1×10^6至5×10^6个/ml之间。

- 如果是悬浮细胞，可以直接使用；如果是贴壁细胞，则需要先用胰蛋白酶或其他方法将细胞从培养瓶表面消化下来，并制成单细胞悬液。

2. 固定细胞（可选）：

- 对于某些实验设计，可能需要先固定细胞以保持其形态稳定。常用的固定剂包括70%乙醇或甲醇。

- 将细胞悬液缓慢加入冷的固定剂中，轻轻混合后置于4°C下固定至少1小时。

3. 洗涤细胞：

- 使用PBS缓冲液轻轻洗涤细胞两次，每次离心速度为300g，时间为5分钟，去除多余液体。

4. 重悬细胞：

- 用适量的PBS或无血清培养基重悬细胞，使其达到所需的工作浓度。

5. 添加PI溶液：

- 在避光条件下，向细胞悬液中加入终浓度为5-10μg/ml的PI溶液。PI通常是现配现用，避免长时间暴露于光线下以免影响其活性。

- 混匀后，在室温下孵育约15-30分钟。注意整个过程需尽量避免光照。

6. 上机检测：

- PI发出红色荧光（Ex=535nm, Em=617nm），适合使用配备FL3通道的流式细胞仪进行检测。

- 根据实验需求设置合适的电压和门控参数，记录数据并进行后续分析。

注意事项：

- 操作过程中应全程避光处理，因为PI对光线敏感，长时间光照会导致其淬灭。

- 确保所有试剂新鲜配制，并按照说明书正确使用。

- 实验前最好设立阳性对照组（如已知的死细胞样本）和阴性对照组（未经任何处理的正常细胞样本）以便准确判断结果。

以上就是PI-染色的基本操作流程，希望对你有所帮助！